bioREACTOR 8

Plage de température
La température du bloc du bioréacteur est mesurée par une sonde Pt100 interne et peut être contrôlée de l’extérieur par un thermostat. Pour éviter les pertes par évaporation, l’espace de tête des récipients de réaction peut être refroidi à l’aide d’un refroidisseur à reflux. L’eau évaporée se condense et reste dans la cuve de réaction. Le bioREACTOR avec capteurs de pH et d’OD peut être utilisé à des températures allant de 10°C à 50°C. Les températures de 0°C à 65°C sont possibles sans capteurs.

Volume de travail
Le volume utile des récipients de culture est compris entre 8 et 15 millilitres. Cela permet d’effectuer des échantillonnages répétés sans réduire fortement le volume de fermentation, mais aussi de disposer d’une capacité suffisante pour ajouter des agents de correction du pH ou des substrats.

Mesure en temps réel du pH et de l’OD
Le pH et l’oxygène dissous peuvent être mesurés en temps réel à l’aide d’un système de capteurs optiques non invasifs pendant toute la durée du processus. Pour ce faire, le fond des récipients de culture est équipé de petits capteurs (colorants luminescents sensibles au pH et à l’O₂). La mesure fluorométrique est réalisée par stimulation lumineuse et mesure du temps de décroissance (DLR=Dual Lifetime Referencing Principle, PreSens GmbH). La plage de mesure est comprise entre 4,0 et 7,5 pour le pH et entre 0 et 50 % pour l’oxygène dissous.

Récipients à réaction (Disposables)
Les récipients de culture à usage unique équipés de points de détection sont fabriqués en polystyrène et emballés de manière stérile par lot de 2. Cela permet de gagner du temps et de faciliter le chargement du bioREACTOR. La géométrie spéciale des cuves avec briseurs de flux, combinée aux agitateurs utilisés, entraîne un très bon mélange du milieu et des apports élevés en oxygène.

Fumigation
L’alimentation continue en gaz du bioREACTOR peut être réalisée via une station de mélange de gaz. En fonction des gaz utilisés (O₂, N₂, air), des cultures aérobies et anaérobies sont possibles. L’introduction de gaz dans le milieu et le mélange des différents récipients s’effectuent de manière passive par des organes d’agitation magnétiques induisant le gaz et entraînés par induction. La vitesse de rotation de l’agitateur permet de contrôler le taux de gazage.

Surveillance des barreaux d’agitation
En cas de densité cellulaire très élevée ou de forte teneur en matières solides dans le milieu, il peut arriver, dans de rares cas, que des organes d’agitation isolés tombent en panne. Cela est détecté en quelques secondes par des capteurs spéciaux et un redémarrage de tous les agitateurs est automatiquement déclenché. La surveillance des barreaux d’agitation garantit ainsi un déroulement sûr des essais.

Logiciel intelligent
Le logiciel autonome permet d’utiliser plusieurs unités bioREACTOR 8 et/ou bioREACTOR 48 en parallèle. En même temps, il est possible de comparer les essais déjà terminés avec les nouveaux essais en cours.

Autoclavables et stériles
Toutes les pièces en contact avec le milieu sont autoclavables ou des matériaux à usage unique sous emballage stérile. Le capot à gaz du bioREACTOR avec les corps d’agitation fixés est entièrement autoclavable. Le bloc complet du bioréacteur peut en outre être stérilisé à l’éthanol. Les récipients de culture à usage unique sont emballés de manière stérile et sont jetés après l’expérience. Pendant l’expérience, le gazage stérile de l’espace de tête empêche toute contamination croisée et/ou étrangère.

Évolutivité
La géométrie parfaitement définie des corps d’agitation, les paramètres techniques du procédé caractérisés avec précision ainsi que l’apport de puissance et d’oxygène (k_La > 0,4 s^-1) par les corps d’agitation magnétiques, comparable à celui des réacteurs à cuve agitée classiques, permettent une mise à l’échelle aisée des résultats à l’échelle du litre.

Automatisation
Le bioREACTOR peut être utilisé comme appareil de bureau (stand-alone) ou être entièrement automatisé en étant intégré à un robot de pipetage. L’intégration permet de contrôler le pH, d’ajouter du substrat et de prélever des échantillons dans les récipients de culture. Cela permet d’étudier les stratégies d’alimentation, d’effectuer une mesure de la DO (atline) ou de prélever un échantillon pour d’autres expériences.